Bewertung der Genotypen, Endosymbionten und klinischen Merkmale von Akanthamöben, die sich von einer Augeninfektion erholt haben

Aug 11, 2023

BMC Infectious Diseases Band 22, Artikelnummer: 757 (2022) Diesen Artikel zitieren

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Akanthamöben sind ein neu auftretender Krankheitserreger, der für seine Widerstandsfähigkeit gegenüber antiprotozoischen Verbindungen, Desinfektionsmitteln und rauen Umgebungen berüchtigt ist. Es ist bekannt, dass es Keratitis verursacht, eine das Sehvermögen gefährdende, schmerzhafte und schwer zu behandelnde Hornhautinfektion, über die häufig bei Kontaktlinsenträgern und Patienten mit Augentrauma berichtet wird. Acanthamoeba umfasst über 24 Arten und derzeit wurden 23 Genotypen (T1-T23) identifiziert.

Diese retrospektive Studie wurde entwickelt, um die Akanthamöben-Arten und -Genotypen von Patienten mit Akanthamöben-Keratitis (AK) zu untersuchen, das Vorhandensein von Endosymbionten in Augenisolaten von Akanthamöben zu bestimmen und das klinische Erscheinungsbild zu überprüfen.

In diese Studie wurden dreizehn kulturbestätigte AK-Patienten einbezogen, die von Februar bis Oktober 2020 in einer tertiären Augenklinik in Hyderabad, Indien, behandelt wurden. Die klinischen Manifestationen, Medikamente und visuellen Ergebnisse aller Patienten wurden aus den Krankenakten entnommen. Die Acanthamoeba-Isolate wurden durch Sequenzierung des Gens der ribosomalen Kernuntereinheit (rns) identifiziert. Akanthamöben-Isolate wurden mittels molekularer Tests, PCR und Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung (FISH) auf das Vorhandensein bakterieller oder pilzlicher Endosymbionten untersucht.

Das mittlere Alter der Patienten betrug 33 Jahre (SD ± 17,4; 95 %-KI 22,5 bis 43,5 Jahre). Sechs (46,2 %) Fälle wiesen AK-assoziierte Risikofaktoren auf; Vier Patienten hatten ein Augentrauma und zwei waren Kontaktlinsenträger. A. culbertsoni (6/13, 46,2 %) war die häufigste Art, gefolgt von A. polyphaga und A. triangularis. Die meisten Isolate (12/13) gehörten zum Genotyp T4 und eines war ein T12; Innerhalb des T4-Genotyps wurden drei Subcluster T4A, T4B und T4F identifiziert. Es gab keinen signifikanten Zusammenhang zwischen Akanthamöbenarten und klinischen Ergebnissen. Acht (61,5 %) Isolate enthielten intrazelluläre Bakterien und eines enthielt Malassezia stricta. Das Vorhandensein intrazellulärer Mikroben war mit einem höheren Anteil an Stroma-Infiltraten (88,9 %, 8/9), Epitheldefekten (55,6 %, 5/9) und Hypopyonen (55,6 %, 5/9) im Vergleich zu 50 % (2/9) verbunden. 4), 25 % (1/4) bzw. 25 % (1/4) AK-Fälle ohne intrazelluläre Mikroben.

Genotyp T4 war das vorherrschende Isolat in Südindien. Dies ist der zweite Bericht über den T12-Genotyp, der bei einem AK-Patienten in Indien identifiziert wurde, über den weltweit nur selten berichtet wird. Die Mehrzahl der klinischen Acanthamoeba-Isolate in dieser Studie enthielt intrazelluläre Mikroben, die sich auf die klinischen Merkmale von AK auswirken könnten.

Peer-Review-Berichte

Akanthamöben-Keratitis (AK) ist eine seltene Augenerkrankung, die 2 % aller Hornhautinfektionen weltweit ausmacht [1]. Allerdings nehmen AK-Fälle weltweit zu, möglicherweise aufgrund der zunehmenden Verwendung von Kontaktlinsen und der zunehmenden Verbreitung von Akanthamöbenarten in verschiedenen Wasserressourcen, einschließlich künstlicher Schwimmbäder und sogar aufbereiteter häuslicher Wasserversorgung [2]. Das Tragen von Kontaktlinsen nimmt weltweit zu, was teilweise auf die Entwicklung von Kontaktlinsen zurückzuführen ist, die das Fortschreiten der Myopie bei Kindern kontrollieren können. Dadurch besteht für sie möglicherweise das Risiko, AK-Infektionen zu entwickeln, die zur Erblindung führen können [3]. Der Zusammenhang zwischen AK und dem Tragen von Kontaktlinsen ist eindeutig belegt, da das Tragen von Kontaktlinsen mit fast 90 % der gemeldeten Infektionen in Zusammenhang steht [4]. Gemeldete Ausbrüche wurden mit unwirksamen Desinfektionslösungen für Kontaktlinsen in Verbindung gebracht [5, 6]. Der Lebenszyklus von Acanthamoeba umfasst einen infektiösen Trophozoiten und das ruhende Zystenstadium; Letzteres kann mehrere Jahre lang lebensfähig bleiben [7].

AK ist schwer zu diagnostizieren und es gibt nur sehr begrenzte wirksame Behandlungsschemata [8, 9]. Akanthamöbenzysten sind resistent gegenüber Desinfektionsmitteln, Protozoenmedikamenten und Nährstoffmangel, was eine enorme Herausforderung für die Patientenversorgung darstellt [10]. Darüber hinaus sind viele der gängigen Medikamente zur Behandlung von Augeninfektionen bei Akanthamöben nicht wirksam. Da die Diagnose und Behandlung von AK-Patienten schwierig ist, kann dies zu einer langwierigen Medikation führen und eine erfolgreiche Behandlung wird äußerst schwierig, was zu einem erheblichen Sehverlust führt [11]. Bei 30 % der AK-Patienten sind chirurgische Eingriffe erforderlich, um die Krankheit zu kontrollieren, und in seltenen Fällen wird das infizierte Auge entfernt [12]. Darüber hinaus sind Akanthamöbenzysten nach einer etablierten Infektion nur schwer zu beseitigen, was zu einem erneuten Auftreten der Infektion führen kann [13]. Eine korrekte Diagnose ist für eine erfolgreiche Therapie unerlässlich, aber da die klinischen Anzeichen und Symptome von AK unterschiedlich sind und einige anderen Augeninfektionen wie der Herpes-simplex-Virus-Keratitis (HSV) ähneln, kann die Diagnose eine Herausforderung sein. Schmerzlindernde, entzündungshemmende und allgemeine antimikrobielle Mittel werden wahrscheinlich verschrieben, während die Diagnose gestellt wird. Die vorherige Anwendung topischer Kortikosteroide vor der Diagnose einer Acanthamoeba-Hornhautinfektion ist mit einem schlechteren Sehergebnis verbunden [14]. AK mit Verdacht auf Resistenz gegen Mehrzweck-Kontaktlinsenlösungen und etablierte Anti-Amöben-Mittel erfordern sensible Diagnosemodalitäten mit neuartigen Therapieansätzen [15].

Basierend auf der Zellmorphologie, die durch Kulturbedingungen und Isolationsquelle beeinflusst werden kann, sind Acanthamoeba spp. werden in 3 Gruppen eingeteilt, wobei Keratitis verursachende Stämme am häufigsten zur Gruppe II gehören [7]. Basierend auf der rRNA-Gensequenz von Acanthamoeba 18S wurden mindestens 23 Genotypen (T1-T23) identifiziert, und die häufigen Keratitis verursachenden Arten wie A. castellani und A. polyphaga gehören zur Gruppe T4 [16]. Die Genotypen T2, T3, T5, T6, T10, T11, T12, T13, T15 und T16 wurden auch bei AK-Patienten nachgewiesen, wenn auch seltener [17, 18, 19]. Variationen zwischen den Stämmen in der Gensequenz der Acanthamoeba 18S rRNA-Untereinheit (rns) können zur Identifizierung subgenerischer Genotypen verwendet werden [20].

Akanthamöben sind heterotrophe Protisten, die Bakterien, Pilze und Riesenviren beherbergen können [21, 22]. Koinfektionen von Akanthamöben mit anderen Krankheitserregern wie Fusarium spp. oder Pseudomonas aeruginosa wurden bei Keratitis-Patienten beobachtet [23]. Diese Koinfektionen könnten auf die intrazelluläre Übertragung dieser Krankheitserreger innerhalb der infizierenden Akanthamöben zurückzuführen sein. Darüber hinaus können Akanthamöben als Übungsplatz für bakterielle Krankheitserreger dienen, um in höhere eukaryontische Zellen einzudringen [24]. Es ist nicht bekannt, wie diese intrazellulären Mikroorganismen die Behandlung und die Ergebnisse der AK-Erkrankung beeinflussen. Studien haben jedoch berichtet, dass das Vorhandensein intrazellulärer Mikroben die Pathogenität von Acanthamoeba-Isolaten erhöht [25, 26]. In der vorliegenden Studie wurden 13 von AK-Patienten in Südindien gewonnene Akanthamöben-Isolate untersucht, um die epidemiologische Verteilung der Akanthamöben-Genotypen und -Subgenotypen sowie deren klinische Manifestationen abzuschätzen. Das Vorhandensein intrazellulärer Bakterien und Pilze in Acanthamoeba-Isolaten wurde untersucht und festgestellt, ob diese mit den klinischen Ergebnissen von AK-Patienten zusammenhängen.

Von Februar bis Oktober 2020 wurde am LV Prasad Eye Institute (LVPEI), Hyderabad, Indien, eine krankenhausbasierte retrospektive Fallserienstudie anhand von Krankenhausakten und isolierten Acanthamoeba-Stämmen durchgeführt. Dieses Studienprotokoll wurde vom institutionellen Prüfungsausschuss des LVPEI überprüft und genehmigt. Hyderabad (LEC-BHR-R-09–21-758). In diese Studie wurden dreizehn von AK-Patienten gewonnene Akanthamöben-Isolate einbezogen.

Während des Studienzeitraums wurden gemäß dem institutionellen Protokoll alle Patienten mit klinischen Merkmalen einer mikrobiellen Keratitis einer umfassenden Spaltlampenuntersuchung unterzogen, um den Defekt des Hornhautepithels, die Größe des Infiltrats (falls vorhanden), die Größe des Hypopyons und die Beteiligung der Sklera zu untersuchen. Abwesenheit/Anwesenheit von Fremdpartikeln und Dokumentation des Augenanhangsstatus [27]. Die mikrobiologische Untersuchung der Hornhautabstriche umfasste die Vorbereitung des Abstrichs für die Mikroskopie unter Verwendung von Gram-Färbung und Kaliumhydroxid mit Calcofluor-Weiß (KOH + CFW)-Beschichtung sowie die Beimpfung in geeignete Medien [5 % Schafblutagar (BA), Schokoladenagar (CA), Sabouraud Dextrose-Agar (SDA), Kartoffel-Dextrose-Agar (PDA), Nicht-Nährstoff-Agar mit Escherichia coli (NNA), Thioglycolat-Bouillon und Hirn-Herz-Infusionsbouillon (BHI)]. Der Abstrich und die Beimpfung aller Medien wurden (wie üblich) vom behandelnden Arzt an der Spaltlampe durchgeführt. Dehydrierte Kulturmedien wurden von HiMedia, Mumbai, Indien, geliefert und im eigenen Haus frisch für den Gebrauch vorbereitet. Verbandkontaktlinsen (2/13) wurden aseptisch in kleine Stücke geschnitten und im mikrobiologischen Labor mit BA, CA, SDA, NNA und BHI inokuliert. Alle Medien wurden aerob bei 37 °C inkubiert, mit Ausnahme von SDA und PDA bei 27 °C und Schokoladenagar, der in 5 % CO2 bei 37 °C inkubiert wurde. Die Medien wurden 14 Tage lang auf Wachstum untersucht. Akanthamöben-Isolate aus Hornhautabschabungen von 13 Patienten wurden durch die Beobachtung aktiver Trophozoiten und doppelwandiger polygonaler Zysten bestätigt; Bestätigte Isolate wurden auf NNA konserviert und zur School of Optometry and Vision Science, Faculty of Medicine and Health, UNSW, Sydney, Australien, transportiert. Die Thermotoleranz der Isolate wurde durch Züchten der Isolate bei 28 °C, 37 °C, 40 °C und 42 °C bewertet. Nach der anfänglichen Isolierung wurden die Acanthamoeba-Stämme axenisch in Pepton-Hefe-Glukose-Medium (PYG) gezüchtet [28]. Jede Kulturplatte wurde überwacht, um sicherzustellen, dass keine extrazellulären Mikroben oder Verunreinigungen vorhanden waren. Um eine mögliche Kontamination zu verhindern, wurde das Kulturmedium alle zwei Tage durch frisch zubereitetes PYG ersetzt, bis die Trophozoiten geerntet wurden. Darüber hinaus wurde für diese Studie ein separater steriler Inkubator mit einer Temperatur von 32 °C verwendet.

Acanthamoeba-Stämme wurden durch PCR-Assay weiter identifiziert. Auf NNA gezüchtete Amöbenzellen wurden mit einem sterilen Schaber (Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, USA) in 500 µL 1X PBS (1,4 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 10 mM Na2HPO4 und 1,8 mM KH2PO4, pH 6,9) gesammelt. Genomische DNA (gDNA) wurde unter Verwendung von 10 % v/v Chelex-Lyselösung (Bio-Rad, CA, USA) in 0,1 % v/v Triton X-100 (Sigma-Aldrich) und Tris-Puffer, pH 8,0 (Thermo Fisher) extrahiert Scientific, Bedford, USA), wie bereits erläutert [29]. Die Menge der extrahierten dsDNA wurde mit einem Nano Drop UV-Vis-Spektrophotometer (Thermo Fisher Scientific) gemessen und die gDNA-Fläschchen wurden bis zur weiteren Verwendung bei -20 °C gelagert.

Die rns-Genregion der 18S-rRNA wurde in einer PCR-Reaktion unter Verwendung der für die Gattung Acanthamoeba spezifischen Primer JDPFw (5'-GGCCCAGATCGTTTACCGTGAA-3') und JDPRv (5'-TCTCACAAGCTGCTAGGGGAGTCA-3') amplifiziert, die die hochvariable DF3-Region kodieren und ergeben Amplikons von ~ 450 bp [30]. Jeder PCR-Assay wurde in 12,5 µL DreamTaq Master Mix (DNA-Polymerase, 2X DreamTaq-Puffer, dATP, dCTP, dGTP und dTTP: jeweils 0,4 mM und 4 mM MgCl2; Thermo Fisher Scientific) und 1 µL jedes Primers (10 µM) durchgeführt. , 6,5 µL molekulares Wasser und 4 µL DNA-Vorlage. Die PCR-Amplifikation wurde in einem 96-Well-T100-Thermocycler (Bio-Rad, Kalifornien, USA) unter den folgenden Thermozyklusbedingungen durchgeführt: 95 °C für 5 Minuten für die anfängliche Denaturierung, gefolgt von 35 Amplifikationszyklen (94 °C für). 30 s, 56 °C für 30 s und 72 °C für 45 s) und eine abschließende Verlängerung bei 72 °C für 10 min [31]. PCR-Amplifikationen wurden durch Elektrophorese von 4 μl PCR-Produkt-Aliquots in 1 % Agarosegel beobachtet und Amplikonbanden wurden mit Gel Doc XR + mit Bildlaborsoftware (Bio-Rad) untersucht. PCR-positive Amplikons wurden zur Sanger-Sequenzierung an das Ramaciotti Centre for Genomics (UNSW, Sydney, Australien) geschickt. PCR-Produkte wurden mit einem EXOSAP-IT-Kit (Thermo Fisher Scientific) gereinigt und die Sequenzierung wurde mit dem Vorwärtsprimer JDPFw (5'-GGCCCAGATCGTTTACCGTGAA-3') unter Verwendung des BigDye Terminator (V3.1)-Reaktionsgemischs im 3730 DNA-Analysator (Applied Biosystems, Massachusetts, USA).

Nukleotidsequenzen geringer Qualität wurden manuell überprüft und mit der Software Chromas (2.6.6) (Technelysium Pty Ltd, Brisbane, Australien) gekürzt (32). Die gekürzten Sequenzablesungen wurden in der NCBI-Nukleotidsequenzdatenbank (BLASTn) gesprengt, um die Acanthamoeba-Genotypen und -Arten zu identifizieren. Zusätzlich wurden isolierte Acanthamoeba-Stämme anhand des Klassifizierungsschemas von Pussard und Pons [33] morphologisch der Art zugeordnet. Alle bestätigten und validierten Sequenzablesungen wurden an das GenBank-Sequenzdaten-Repository übermittelt. Öffentlich verfügbare Nukleotidsequenzen von Acanthamoeba-Genotypen wurden vom NCBI als Referenzstämme für die phylogenetische Analyse abgerufen (Zusatzdatei 1: Tabelle S1). Die Sequenzen wurden mit dem ClustalW-Algorithmus abgeglichen und ein phylogenetischer Baum wurde mit der Maximum-Likelihood-Methode und dem Bayes'schen Ansatz mit Kimura-2-Parametern von 1.000 Bootstraps in MEGA-X erstellt [34] und der phylogenetische Baum wurde mit dem interaktiven Lebensbaum (iTOLv6) visualisiert [ 35].

Akanthamöben wurden axenisch gezüchtet und in PYG (Peptonhefeglukose, pH 6,5) gehalten [36]. Alle Isolate wurden in separaten Vertiefungen einer Kulturplatte mit 24 Vertiefungen mit PYG-Medium (500 µL/Vertiefung) ausgesät und statisch bei 28 °C inkubiert, bis die Trophozoiten am Boden jeder Vertiefung zu 90 % konfluente Schichten bildeten. Aliquots des PYG wurden auf Trypticase-Soja-Agar (Becton, Dickinson and Company, Sparks, MD, USA) geimpft und 48 Stunden lang bei 37 ° C inkubiert. Am Ende der Inkubation wurden die Agarplatten auf Bakterienwachstum untersucht. Vor dem Sammeln der Trophozoiten wurde das PYG-Medium vorsichtig durch 1 ml PBS mit Gentamicin (100 μg/ml) ersetzt, um alle extrazellulären Bakterien abzutöten, und die Platte wurde unter leichtem Rühren auf Eis gelegt, um anhaftende Trophozoiten zu entfernen. Für die gesamte gDNA-Extraktion wurde TRIzol-Reagenz (Invitrogen, Life Technologies, New York, USA) gemäß der Phenol-Chloroform-Trennmethode gemäß Herstellerprotokoll verwendet. Die Methode wurde leicht modifiziert, um die Zugabe von EDTA auszuschließen, das den PCR-Assay durch die Sequestrierung von Mg2+-Ionen beeinträchtigen kann [37]. Um die Gewinnung von gDNA zu verbessern, wurden mit TRIzol behandelte Zellsuspensionen zehnmal durch 25G-Spritzennadeln (BD, New Jersey, USA) geleitet, um die Amöbenzellen zu lysieren.

Das 16S-rRNA-Gen (V4-Region) intrazellulärer Bakterien wurde unter Verwendung des Eubacteria-16S-rRNA-Primers amplifiziert; 515Fw/806Rv: Fw (5′- CCTACGGGNGGCWGCAG-3′) und Rv (5′ – GACTACHVGGGTATCTAATCC-3′) [38]. Genomische DNA von E. coli ATCC 10.798 und nukleasefreies Wasser wurden als Positiv- bzw. Negativkontrollen einbezogen. Das Vorhandensein intrazellulärer Pilze wurde mithilfe pilzspezifischer Vorwärts-ITS1Fw- (5'-TCCGTAGGTGAACCTGCGG-3') und Rückwärts-ITS4Rv-Primer (5'-CCTCCGCTTATTGATATGC-3') bewertet, die auf die konservierten Sequenzen von 18S- und 28S-rDNAs abzielen (39). Ein klinisches Isolat von Candida albicans wurde als Kontrolle einbezogen und der intrazelluläre Pilz wurde durch Sanger-Sequenzierung des PCR-Amplifikats identifiziert.

Um die intrazellulären Bakterien oder Pilze sichtbar zu machen, wurde FISH in Kombination mit konfokaler Mikroskopie nach einem früheren Protokoll durchgeführt [40]. Kurz gesagt, 1 ml axenisch gewachsene Amöbenzellen (> 90 % Trophozoiten) wurden in 1,5 ml Eppendorf-Röhrchen gesammelt und 5 Minuten lang bei 3.000 g zentrifugiert, um Trophozoiten zu ernten. Das Zellpellet wurde zweimal mit 1X Page-Kochsalzlösung gewaschen und 30 µl Amöbensuspension wurden auf mit Poly-L-Lysin beschichtete Objektträger (Thermo Scientific, Braunschweig, Deutschland) übertragen und 30 Minuten bei Umgebungstemperatur belassen. Die anhaftenden Zellen wurden durch Auftragen von 30 µL frisch zubereitetem 4 %igem Formaldehyd (gepuffert, pH 6,9) für 25 Minuten fixiert. Die anhaftenden Amöbenzellen wurden mit 1X PBS gewaschen, in steigenden Ethanolkonzentrationen (50 %, 80 % und 96 %, jeweils 3 Minuten) dehydriert und an der Luft getrocknet. Intrazelluläre Bakterien wurden durch Hybridisierung mit der Cy3-markierten bakteriendomänenspezifischen Sonde EUB338 (41) und Pilze mit der mit Hex konjugierten pilzspezifischen Sonde PF2 und einer Cy5-markierten EUK516-Sonde (Tabelle 1) (42) auf eukaryotische 18S-rRNA (Biomers) untersucht , Ulm, Deutschland). Aliquots (1 µL von 50 ng/µL) jeder Sonde wurden mit 9 µL Hybridisierungspuffer (20 mM Tris-HCl, pH 7,1, 900 mM NaCl und 20 % v/v Formamid, 0,01 % SDS) gemischt und zum Fixpunkt gegeben Amöbenzellen auf Objektträgern. Die Hybridisierung wurde mindestens 90 Minuten lang bei 46 °C im Dunkeln durchgeführt. Anschließend wurden die Objektträger mit 20 µL vorgewärmtem (48 °C) Puffer (180 mM NaCl, 20 mM Tris/HCl, pH 7,2 und 0,01 %) gespült. Sicherheitsdatenblatt). Anschließend wurden die Objektträger mit 200 µL Puffer bedeckt und ein 25-minütiger Waschschritt bei 48 °C durchgeführt. Alle Objektträger wurden schnell in eiskaltes MilliQ-Wasser getaucht, an der Luft getrocknet und mit Prolong Diamond Antifade mit DAPI (Thermo Fisher Scientific) montiert. Anschließend wurden die montierten Objektträger vor der Bildgebung über Nacht bei Raumtemperatur im Dunkeln aushärten gelassen. Es wurden drei unabhängige Tests durchgeführt und mindestens 30 Amöbenwirtszellen unter dem konfokalen Laser-Scanning-Mikroskop Olympus FV1200 in der Katharina Gaus Light Microscopy Facility der UNSW sichtbar gemacht, und FISH-Bilder wurden in ImageJ analysiert (43).

Demografische und klinische Merkmale aller 13 AK-Patienten wurden in einem individuellen Datenblatt aus Krankenhausakten abgerufen und auf die folgenden Merkmale überprüft: anfängliche und endgültige Sehschärfe (VA); gemeldete Symptome; Dauer, Größe und Merkmale von Infiltraten und Epitheldefekten (einige Messungen wurden aus klinischen Bildern transkribiert); Vorbehandlung (definiert als Medikamente, die vor der ersten Vorstellung von Patienten am LVPEI verwendet wurden); klinische Behandlungsschemata und Behandlungsdauer am LVPEI; Notwendigkeit einer Operation; Behandlungsergebnis; Beruf des Patienten; und gemeldete Risikofaktoren für AK [45].

Die Datenanalyse wurde in der SPSS-Softwareversion 26.0 (SPSS, Inc., Chicago, IL) durchgeführt. Die Anteile wurden als Prozentsatz dargestellt und der Mittelwert ± Standardabweichung wurde für kontinuierliche Daten berechnet. Für demografische und klinische Daten wurde ein 95 %-Konfidenzintervall (KI) unter Verwendung des Anteils (p) ± 1,96* SEM (Standardfehler des Mittelwerts) berechnet. Für den Vergleich demografischer und klinischer Daten mit dem Endosymbiontenstatus wurden Fisher's Exact und Chi-Quadrat mit einem Signifikanzniveau von P-Wert < 0,05 für zweiseitige Tests verwendet.

Unter den 13 AK-Patienten wurde die höchste Fallzahl (30,8 %, 4 AK-Patienten) im Februar beobachtet (Zusatzdatei 1: Abb. S1). Die Patienten kamen aus sechs verschiedenen Bundesstaaten Indiens; fünf kamen aus Telangana, drei aus Maharashtra, zwei aus Andhra Pradesh und je einer aus Rajasthan, Uttar Pradesh und Tripura (Abb. 1).

Karte mit den Bundesstaaten der AK-Patienten und des LVPEI-Krankenhauses in Indien. Die Karte wurde mit ArcGIS (Esri GIS, Kalifornien, USA) erstellt. AP Andhra Pradesh, MA Maharashtra, RA Rajasthan, TE Telangana, TR Tripura, UP Uttar Pradesh

Die Identifizierung der Acanthamoeba-Stämme und ihr Wachstum bei verschiedenen Temperaturen sind in Tabelle 2 dargestellt. Sieben Isolate (53,8 %) wuchsen bei 40 °C und 42 °C, was die Thermotoleranz bestimmter Stämme, die AK verursachen, demonstriert. Abbildung 2 zeigt die Trophozoiten (1A und 1B) und Zysten (1C-1E) eines Akanthamöben-Isolats (L-2483/20). Abbildung 3 zeigt das Agarosegelbild der PCR-Produkte der DF3-Region des Amöben-18S-rDNA-Gens und der bakteriellen 16S-rRNA. Es wurde bestätigt, dass es sich bei allen Amöben um Akanthamöben handelte, von denen acht (61,5 %, 8/13) intrazelluläre Bakterien beherbergten und ein Isolat (L-2429/20) Pilze enthielt. Aus den auf Trypticase-Soja-Agar kultivierten PYG-Aliquots wuchsen keine Bakterien, was darauf hindeutet, dass sich die in FISH-Experimenten identifizierten Bakterien sehr wahrscheinlich intrazellulär befanden.

Strukturen von Acanthamoeba-Trophozoiten (A) mit Akanthopodien, Pfeile zeigen nadelartige Vorsprünge auf der Zelloberfläche. B, konfokales Bild der mit DAPI gefärbten Trophozoitenkerne. C, D, Phasen der Zystenbildung des Stammes L-1326/20 von der Präzyste (C, D) bis zu doppelwandigen polygonalen Zysten (E), Pfeile zeigen polygonale Acanthamoeba-Zysten an. Maßstabsbalken, 10 µm

Zugeschnittenes Agarosegelbild von PCR-Amplifikaten von Acanthamoeba-Isolaten und intrazellulären Bakterien. Die Banden wurden mittels 1 %iger Gelelektrophorese sichtbar gemacht; Die Primerpaare JDPFw/Rv und 515Fw/806Rv ergaben etwa 450 bp bzw. etwa 293 bp große Amplifikate. A. castellanii (ATCC 30868) und E. coli (ATCC 10798) wurden als Positivkontrolle für 18S-rRNA- und 16S-rRNA-PCR-Reaktionen verwendet und nukleasefreies Wasser wurde als Negativkontrolle verwendet. Gelbilder in voller Größe sind in der Zusatzdatei 1 enthalten (Abb. 4 und 5).

Phylogenetischer Baum, abgeleitet aus den 18S-rRNA-Sequenzen von Acanthamoeba-Isolaten. Der Baum wurde mithilfe des Neighbour-Joining-Ansatzes mit dem Kimura-2-Parameter basierend auf 1.000 replizierten Bootstrap-Werten erstellt. Akanthamöben-Isolate (blau gefärbt) dieser Studie bildeten zwei große genotypische Gruppen; T4 war der vorherrschende Genotyp (drei Untercluster: T4A, T4B und T4F) und T12 hatte nur ein Isolat, „*“ bezeichnet NCBI-Referenzarten und Genotypen (violett gefärbt).

Repräsentative Bilder des FISH-Assays, die intrazelluläre Bakterien A und Pilze C von Acanthamoeba-Isolaten darstellen. Ein stäbchenförmiges Bakterium war in allen Amöbenzellen der Population verteilt, was mit der EUB338-Sonde (L-579/20, angezeigt durch rote Pfeile) nachgewiesen wurde. B Acanthamoeba-Trophozoit (L-552/20) ohne intrazelluläre Bakterien oder Pilze. C Große eiförmige Pilzzellen wurden im Stamm Acanthamoeba unter Verwendung der PF2-Sonde (L-2429/20, angezeigt durch gelbe Pfeile) beobachtet. Maßstabsbalken, 12 µm

Die partielle Nukleotidsequenz der Amöben-18S-rDNA-DF3-Region wurde mit dem ClustalW-Algorithmus abgeglichen und zeigte die höchste Nukleotidsequenzvariation zwischen den Stämmen (Zusatzdatei 1: Abb. S2). Die benachbarte phylogenetische Analyse von 13 Isolaten ergab zwei Hauptkladen, wobei die meisten Isolate (12/13, 92,3 %) zum Genotyp T4 (L-552/20, L-1133/20, L-1257/20, L-) gehörten. 2482/20, L-2483/20, L-2487/20: A. culbertsoni; L-579/20, L-1326/20: A. polyphaga; L-1137/20, L-2429/20: A. triangularis und L-604/20, L-1765/20: Acanthamoeba spp. T4) und ein Isolat (L-2391/20) vom Genotyp T12 (A. healyi; Tabelle 2 und Zusatzdatei 1: Tabelle S2). Zusammen mit der Zystenmorphologie wurde jedem Isolat die Sequenz zugeordnet, die die höchste Übereinstimmung (% Identität) mit Sequenzen in NCBI vorhandener Arten und Genotypen von Acanthamoeba erzeugte. Bei zwei Isolaten (L-604/20 und L-1765/20) war die Zystenmorphologie für eine bestimmte Akanthamöbenart nicht offensichtlich, aber das NCBI-Nucleotid-Blasting und die phylogenetische Analyse bestätigten, dass beide Stämme zum Genotyp T4 gehörten. Der Genotyp T12 wurde bei einem Bauern aus Maharashtra nachgewiesen, bei dem in der Vergangenheit keine Augenverletzung aufgetreten war. zwei weitere Fälle aus demselben Bundesstaat waren mit dem Genotyp T4 infiziert. Die verbleibenden zehn Isolate von T4-Varianten wurden von AK-Patienten aus Andhra Pradesh, Rajasthan, Telangana, Tripura und Uttar Pradesh gewonnen (Zusatzdatei 1: Karte S1). In der vorherrschenden T4-Klade bildeten die Isolate drei Subcluster: T4A (1 Isolat), T4B (10 Isolate) und T4F (1 Isolat). Die Nukleotidsequenz aller 13 Isolate wurde bei GenBank unter den Zugangsnummern OK042094 bis OK042106 hinterlegt (Tabelle 2). Vom Genotyp T4B waren 6 Patienten mit A. culbertsoni, 2 mit A. polyphaga und jeweils einer mit A. triangularis oder Acanthamoeba spp. infiziert. Ein Patient war mit T12 A. healyi infiziert und ein anderer Patient (L-1765/20) war mit T4A Acanthamoeba spp. infiziert. (Abb. 4).

Von den 13 Acanthamoeba-Isolaten waren 9 (69,2 %) positiv auf intrazelluläre Mikroben, wobei acht Bakterien (Abb. 3) und ein Isolat (L-2429/20) den Pilz Malassezia stricta beherbergten (Zusatzdatei 1: Abb. S3). Bei den acht Isolaten, die Bakterien enthielten, wurden im gesamten Zytoplasma stäbchenförmige intrazelluläre Bakterien beobachtet, und die Bakterien waren in allen Acanthamoeba-Zellen der beobachteten Population vorhanden. Wie aufgrund des Protokolls erwartet, wurden keine extrazellulären Bakterien beobachtet. M. stricta wurde als ovale grüne Zellen im Acanthamoeba-Isolat beobachtet (Abb. 5).

Die mittlere Symptomdauer von AK-Patienten, die mit Akanthamöben mit intrazellulären Bakterien oder Pilzen infiziert waren, betrug 43,0 ± 44,3 Tage im Vergleich zu 16,5 ± 5,1 Tagen bei Patienten, die mit endosymbiontenfreien Akanthamöben infiziert waren (Tabelle 3). Von diesen neun AK-Fällen hatten sechs in der Vergangenheit entweder ein Augentrauma (n = 4) oder das Tragen von Kontaktlinsen (n = 2) und drei waren Landwirte. Eine schwere Form von AK mit Stroma-Infiltrat (88,9 %, 8/9) und Hypopyon (55,6 %, 5/9) wurde in Gegenwart von Amöben-Endosymbionten festgestellt und fünf Fälle wiesen sowohl Stroma-Infiltrat als auch Hypopyon auf. Allerdings waren diese Unterschiede im Stroma-Infiltrat (p = 0,2) und Hypopyon (p = 1,0) bei AK-Patienten mit Amöben-Endosymbionten nicht signifikant häufiger als bei Patienten ohne Endosymbionten. Interessanterweise wurde bei Patienten ohne Acanthamoeba-Endosymbionten eine längere medizinische Behandlungsdauer (Median, IQR: 75,0, 43,5–202,5 ​​vs. 30,0, 17,0–91,8 Tage) beobachtet (p = 0,2). In Anwesenheit von Endosymbionten war der Anteil der Patienten mit einem heilenden Ulkus (66,6 %) oder einer Verbesserung der endgültigen VA (44,4 %) geringer als bei Patienten ohne Endosymbionten (75 % bzw. 50 %) (p > 0,05). Zwei Patienten (25 %, 2/8), die mit Acanthamoeba mit bakteriellen Endosymbionten infiziert waren, hatten Antibiotika zusammen mit Antiamöben-Medikamenten erhalten und die Geschwüre in beiden Fällen verschwanden nach Medikamenteneinnahme.

Die meisten AK-Patienten waren Landwirte (5/13) oder Studenten (5/13) und die gemeldeten Risikofaktoren im Zusammenhang mit AK waren Augentrauma (4 Fälle; 30,8 %; 95 %-KI = 9,1–61,4) und das Tragen von Kontaktlinsen ( 2 Fälle; 15,4 %; 95 % KI = 1,9–45,5). Einseitige AK wurde in 12 (92,3 %) Fällen gemeldet. Die Mehrheit der AK-Patienten hatte als Hauptsymptom eine verminderte Sehkraft (84,6 %), gefolgt von Augenschmerzen (69,2 %), Rötung (69,2 %), Tränenfluss (53,8 %) und weißen Flecken auf der Hornhaut (15,4 %). Ein typisches AK-charakteristisches Ringinfiltrat (> 4 mm) wurde in 3 (23,1 %) Fällen beobachtet. Epitheldefekte wurden in 6 Fällen (46,2 %; 6,2 ± 1,7 mm), Stromainfiltrate in 10 Fällen (76,9 %; 5,0 ± 2,2 mm) und Hypopyonen in 6 Fällen (46,1 %; 1,12 ± 0,6 mm) festgestellt. Die mittlere Dauer des Symptombeginns betrug 20 Tage (IQR = 15–30) und die endgültige Sehschärfe verbesserte sich nicht um ≥ 2 Zeilen bei Patienten mit landwirtschaftlichem Hintergrund (5/5, 100 %), Alter > 32 Jahre (4/6). , 80 %) und Patienten, die seit mehr als 20 Tagen AK-Symptome zeigen (3/6, 50 %) (Zusatzdatei 1: Tabelle S3). PHMB und Chlorhexidin waren die häufigsten Behandlungen in dieser Studie (11 Fälle; 84,6 %). Drei Fälle erhielten Antibiotika, ein Fall antivirale und ein Fall antimykotische Mittel als unterstützende Therapie (38,5 %); Bei diesen gab es bei der endgültigen Vorstellung keine Verbesserung (p > 0,05) der BCVA im Vergleich zu Fällen, die nur mit PHMB und Chlorhexidin behandelt wurden. Insgesamt betrug die mittlere Dauer der medizinischen Behandlung 38 Tage (IQR = 23–90). Von sechs Fällen mit chirurgischer Behandlung hatten vier Fälle eine therapeutische perforierende Keratoplastik (TPK, n = 4), darunter ein Fall mit einer Amnionmembrantransplantation (Tabelle 4). Von den verbleibenden zwei Fällen erhielt einer eine photodynamische antimikrobielle Therapie mit Bengalrosa (RB-PDAT) und einer wurde ausgeweidet. Von 6 Patienten, die sich einer Augenoperation unterziehen mussten, waren 66,7 % (4/6) durch Acanthamoeba-Stämme mit intrazellulären Bakterien infiziert.

Dreizehn klinische Isolate von Acanthamoeba spp. aus Hyderabad, Indien, wurden genotypisiert und klinische Erscheinungsbilder im Zusammenhang mit AK-Patienten analysiert. T4 war der häufigste Genotyp (92,3 %), wie weltweit berichtet wurde [45,46,47,48]. A. culbertsoni (6, 46,2 %) war die vorherrschende Art im T4-Genotyp, und dies wurde bereits in Indien berichtet (45). Ein Isolat, das von einem Patienten ohne vorbestehende Risikofaktoren gewonnen wurde, gehörte zur Gruppe T12, die selten aus AK-Fällen isoliert wurde [19].

Die aktuelle Studie belegt, dass der vorherrschende Keratitis verursachende T4-Genotyp auch in mehreren Bundesstaaten Indiens (Andhra Pradesh, Maharashtra, Rajasthan, Telangana, Tripura und Uttar Pradesh) weit verbreitet ist. Nach bestem Wissen der Autoren ist dies erst der zweite Bericht über den A. healyi T12-Genotyp aufgrund einer Hornhautinfektion in Indien [45]. Ein schwerer AK-Fall, verursacht durch den Genotyp T12, wurde aus Bangkok, Thailand, gemeldet [19], wo der Patient in der Vergangenheit einer ätzenden Chemikalie ausgesetzt war und Leitungswasser zum Spülen infizierter Augen verwendet hatte. Unter den T4-Stämmen (92,3 %, 12/13) waren die meisten T4B-Stämme (83,3 %, 10/12), mit jeweils einem Isolat von T4A und T4F. In einer früheren indischen Studie wurden 13 Stämme (50 %) des T4B-Subclusters aus 26 Isolaten gemeldet, weitere waren T4A (zwei Isolate), T4D (10 Isolate) und T4E (ein Isolat) [45]. T4A (38 %) war der führende Subgenotyp von Akanthamöben-Isolaten, die von chilenischen AK-Patienten gewonnen wurden, gefolgt von T4B, T4G, T4C und T4D (46). Unter den T4-Stämmen wurden aus verschiedenen Ländern andere DF3-Varianten wie T4E, F, G, I, J, N, O, P, V und X im Zusammenhang mit Hornhautinfektionen gemeldet [46, 49, 50]. Diese Ergebnisse deuten auf einen geografischen Unterschied zwischen T4-Isolaten hin, die AK verursachen, dies erfordert jedoch weitere Untersuchungen.

Die Inzidenz von AK nimmt weltweit stetig zu, wobei etwa 90 % der Fälle in entwickelten Ländern mit Kontaktlinsen in Zusammenhang stehen [49]. Obwohl das Tragen von Kontaktlinsen in Indien und anderen Entwicklungsländern nicht häufig mit AK in Verbindung gebracht wird, [45, 51] haben der weltweite Anstieg der Myopie und die Verwendung von Kontaktlinsen zur Vorbeugung von Myopie, zu kosmetischen Zwecken und bei sportlichen Aktivitäten insbesondere das Risiko für AK erhöht unter Jugendlichen [1]. Wie in der aktuellen Studie beobachtet, sind Augentrauma und Kontakt mit kontaminiertem Boden oder Wasser die wichtigsten prädisponierenden Risikofaktoren für eine AK-Infektion, die nicht mit dem Tragen von Kontaktlinsen zusammenhängen [52,53,54]. Augenverletzungen durch Staubpartikel oder vegetative Stoffe waren der am häufigsten gemeldete Risikofaktor bei AK-Patienten in Zentralchina (52,1 %) (55) und Südindien (48,7 %) (52).

Die endgültige VA verbesserte sich bei Landwirten (100 %), bei Patienten im Alter von > 32 Jahren (80 %) und bei Fällen, die seit > 20 Tagen Keratitis-Symptome zeigten (50 %) nicht um 2 oder mehr Linien. Eine Studie aus Großbritannien berichtete ebenfalls über die schlechtesten klinischen Ergebnisse bei AK-Patienten im Alter von > 34 Jahren [56]. Mit zunehmendem Alter lässt die Integrität der Hornhaut nach, und die höhere Inzidenz trockener Augen bei älteren Menschen könnte ein prädisponierender Faktor für eine schwere Form der AK sein [9]. Eine frühere Studie zur bakteriellen Keratitis durch LVPEI unterstützt den in der aktuellen Studie festgestellten Zusammenhang zwischen der Größe des Epitheldefekts und dem VA-Verlust [57]. Häufig sind die Berufe der Patienten mit den Risikofaktoren verknüpft [55]. In der aktuellen Studie hatten vier (80 %) von fünf Fällen mit landwirtschaftlichem Hintergrund in der Vorgeschichte ein Augentrauma, das möglicherweise durch nicht sterile äußere Einflüsse verursacht wurde, da die Rahmenarbeiter häufig Aktivitäten im Freien ausgesetzt sind, und drei Patienten (75 %, 3/ 5) wurden von Acanthamoeba-Stämmen mit intrazellulären Bakterien infiziert. Alle vier Fälle mussten sich einer Augenoperation unterziehen, aber die Sehschärfe verbesserte sich auch nach der postoperativen Genesung nicht. Ein Augentrauma mit kontaminierten Gegenständen kann ein ideales Vehikel für die Invasion von Akanthamöbenzellen sein, die zu einer schweren Form von AK führt. Ungefähr 90 % der AK-Patienten mit Augenverletzungen in der Vorgeschichte erhielten Hornhauttransplantate zur Wiederherstellung des Sehvermögens in Südchina [58].

Von den 13 Acanthamoeba-Isolaten besaßen 8 (61,5 %) intrazelluläre Bakterien, was den 59,4 % der Acanthamoeba mit intrazellulären Bakterien in einer Studie aus den USA sehr ähnlich ist [25], aber um das Zwei- bis Dreifache größer als die Stämme in den USA Typkultursammlung [26] oder eine ältere Studie (1993) aus den USA, die nur traditionelle Färbetechniken zur Offenlegung der intrazellulären Mikroben verwendete [59]. In Acanthamoeba-Isolaten aus AK-Fällen in den USA wurden intrazelluläre Bakterien der Gattungen Pseudomonas, Legionella, Chlamydia und Mycobacterium nachgewiesen [25], während Rickettsiales, Mycobacterium und Parachlamydia spp. wurden in ATCC-Stämmen nachgewiesen, die aus menschlichem Nasenabstrich, Hornhaut bzw. Seesediment isoliert wurden [26]. Fritsche et al. [59] haben stäbchen- und kokkenförmige Bakterien sowohl in Umweltstämmen (24 %) als auch in klinischen Stämmen (26 %) von Akanthamöben an verschiedenen Standorten beobachtet. Das gleichzeitige Vorkommen phylogenetisch unterschiedlicher intrazellulärer Mikroben innerhalb einer Akanthamöbenzelle wurde beobachtet [60]; Aspergillus spp., P. aeruginosa und HAdV (humanes Adenovirus) wurden in einem klinischen Isolat von Akanthamöben im Iran nachgewiesen [61]. Nach unserem besten Wissen ist dies der erste Bericht, der M. stricta als Endosymbionten von Acanthamoeba beschreibt. Bei dem Patienten handelte es sich um einen Landwirt, der in der Vergangenheit ein Augentrauma durch einen chemischen Wirkstoff erlitten hatte und dessen Hornhautgeschwür einen Monat lang mit einer medizinischen Behandlung mit PHMB und Chlorhexidin nicht behoben werden konnte. Eine Koinfektion mit Akanthamöben und Malassezia wurde bei AK-Patienten nicht beschrieben, M. stricta hat jedoch selten eine Pilzkeratitis verursacht [62]. Andere Studien haben über Keratitis aufgrund einer Koinfektion von Akanthamöben mit Pilzen wie Cladosporium, Fusarium und Curvularia berichtet [23, 63, 64].

Intrazelluläre Bakterien von Akanthamöben können die Schädigung des Hornhautepithels verstärken, wie in einer klinischen Studie und einem Zellmodell gezeigt wurde [25]. Obwohl es in der aktuellen Studie keine signifikanten Unterschiede in den klinischen Manifestationen gab, war das Vorhandensein bakterieller Endosymbionten mit einem höheren Anteil an Stroma-Infiltraten (87,5 %), Epitheldefekten (62,5 %) und Hypopyonen (50 %) verbunden. Basierend auf den aktuellen Daten müssen mindestens 54 Probanden einen signifikanten Effekt dieser Unterschiede zeigen (Z-Test für die Differenz zwischen zwei unabhängigen Anteilen; α-Fehler = 0,05, 1-β-Fehler = 0,8, Z-Score = 1,95 und Zuordnungsverhältnis =). 1:1) ist in zukünftigen Studien erforderlich (G*Power v3.1.9.7).

In der aktuellen Studie hatten zwei Fälle (25 %, 2/8), die von Akanthamöben mit bakteriellen Endosymbionten betroffen waren, Antibiotika (Ciprofloxacin und Doxycyclin) zusammen mit topischen Antiamobenmedikamenten erhalten und das Geschwür in beiden Fällen verschwand nach der Behandlung. Die übrigen Fälle von AK mit intrazellulären Bakterien heilten, wenn sie nur mit PHMB und Chlorhexidin behandelt wurden. Dies ist zu erwarten, da diese Antiseptika auch gegen Bakterien wirksam sind [65]. Der Zusatz von Antibiotika kann zur antiamöbenischen Chemotherapie von Vorteil sein, um virulenzsteigernde Eigenschaften intrazellulärer Bakterien aufzuheben [26]. Andererseits kann die Freisetzung von Endosymbionten nach dem Tod des Amöbenwirts in einer geschädigten Hornhaut die Entzündung verstärken und die klinischen Ergebnisse verschlechtern. Derzeit ist nicht vollständig geklärt, ob Hilfsmittel zur Anti-Amöben-Behandlung wie Antibiotika im Vergleich zu Anti-Amöben-Medikamenten allein wirksam sind [66] und die Rolle von Endosymbionten bei Amöbeninfektionen ist noch nicht vollständig erforscht [25]. Die Stichprobengröße der aktuellen Studie reicht möglicherweise nicht aus, um klinisch signifikante Unterschiede zwischen diesen beiden Gruppen abzuschätzen. Als Basisstudie mit Pilotdaten ist diese Studie jedoch für epidemiologische und taxonomische Zwecke der Acanthamoeba-Keratitis wertvoll. Zukünftige Studien sind erforderlich, um den Einfluss amöbenischer Endosymbionten auf die Pathogenität des Wirts, die Arzneimittelanfälligkeit, das klinische Ergebnis und die Vorteile der Zugabe antibakterieller Adjuvantien zur Standard-Antiamöben-Chemotherapie mit einer größeren Kohorte und einer längeren Nachbeobachtung von AK-Patienten zu untersuchen.

Diese Studie bestätigt, dass die Keratitis verursachenden Acanthamoeba-Isolate hauptsächlich vom T4-Genotyp gefolgt von T12 waren, wobei drei subgenomische Varianten T4A, T4B und T4F innerhalb des vorherrschenden T4-Genotyps identifiziert wurden. Es gab keinen signifikanten Zusammenhang zwischen Acanthamoeba-Arten und/oder Genotypen und dem klinischen Ergebnis eines Patienten. In der aktuellen Studie wurde eine große Anzahl von Acanthamoeba-Stämmen mit Endosymbionten beobachtet und obwohl es keinen klaren Zusammenhang mit dem klinischen Ergebnis gab, könnten Acanthamoeba-Endosymbionten an der Gestaltung der Virulenz, des Überlebens und der Arzneimittelanfälligkeit des Amöbenwirts beteiligt sein.

Die klinischen Daten von AK-Patienten sind in Excel- und SPSS-Tabellen verfügbar, die auf begründete Anfrage beim jeweiligen Autor angefordert werden können. Die zugewiesene GenBank-Zugangsnummer der Nukleotidsequenz reichte von OK042094 bis OK042106 (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/?term=OK042094:OK042106[accn]).

Akanthamöben-Keratitis

Acanthamoeba-spezifischer Verstärker

Bestmöglich korrigierte Sehschärfe

Desoxynukleosidtriphosphat

Diagnosefragment 3

LV Prasad Eye Institute

Polyhexamethylenbiguanid

18S-ribosomales RNA-Gen der kleinen Kernuntereinheit

Nicht-Nährstoff-Agar

Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung

Polymerase Kettenreaktion

Photodynamische antimikrobielle Therapie mit Bengal-Rosen

List W, Glatz W, Riedl R, Mossboeck G, Steinwender G, Wedrich A. Auswertung von Acanthamoeba-Keratitis-Fällen in einem tertiären medizinischen Versorgungszentrum über 21 Jahre. Sci Rep. 2021;11(1):1036.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Carnt NA, Subedi D, Connor S, Kilvington S. Die Beziehung zwischen Umweltquellen und der Anfälligkeit für Acanthamoeba-Keratitis im Vereinigten Königreich. Plus eins. 2020;15(3):e0229681.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Li W, Wang Z, Qu J, Zhang Y, Sun X. Akanthamöben-Keratitis im Zusammenhang mit der Verwendung von Kontaktlinsen in einem Tertiärkrankenhaus in China. BMC Ophthalmol. 2019;19(1):1–6.

Artikel Google Scholar

Mascarenhas J, Lalitha P, Prajna NV, Srinivasan M, Das M, D'Silva SS, et al. Akanthamöben-, Pilz- und bakterielle Keratitis: ein Vergleich von Risikofaktoren und klinischen Merkmalen. Bin J Ophthalmol. 2014;157(1):56–62.

Artikel PubMed Google Scholar

Bullock JD, Warwar RE. Kontaktlinsenlösung – assoziierte Akanthamöben- und Fusarium-Keratitis. Emerg Infect Dis. 2010;16(9):1501.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Verani JR, Lorick SA, Yoder JS, Beach MJ, Braden CR, Roberts JM, et al. Nationaler Ausbruch der Acanthamoeba-Keratitis im Zusammenhang mit der Verwendung einer Kontaktlinsenlösung, Vereinigte Staaten. Emerg Infect Dis. 2009;15(8):1236.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Siddiqui R, Khan NA. Biologie und Pathogenese von Akanthamöben. Parasitenvektoren. 2012;5(1):1–13.

Google Scholar

Rayamajhee B, Willcox MD, Henriquez FL, Petsoglou C, Carnt N. Acanthamoeba-Keratitis: eine immer häufiger vorkommende Infektionskrankheit der Hornhaut. Lanzettenmikrobe. 2021. https://doi.org/10.1016/S2666-5247(21)00093-8.

Artikel PubMed Google Scholar

Randag AC, van Rooij J, van Goor AT, Verkerk S, Wisse RPL, Saelens IEY, et al. Die steigende Inzidenz von Akanthamöben-Keratitis: eine 7-jährige landesweite Umfrage und klinische Bewertung von Risikofaktoren und funktionellen Ergebnissen. Plus eins. 2019;14(9): e0222092.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Johnston SP, Sriram R, Qvarnstrom Y, Roy S, Verani J, Yoder J, et al. Resistenz von Acanthamoeba-Zysten gegenüber der Desinfektion in mehreren Kontaktlinsenlösungen. J Clin Microbiol. 2009;47(7):2040–5.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Lorenzo-Morales J, Khan NA, Walochnik J. Ein Update zur Akanthamöben-Keratitis: Diagnose, Pathogenese und Behandlung. Parasit. 2015. https://doi.org/10.1051/parasite/2015010.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Butler TK, Males JJ, Robinson LP, Wechsler AW, Sutton GL, Cheng J, et al. Sechsjahresrückblick über Akanthamöben-Keratitis in New South Wales, Australien: 1997–2002. Klinisches Experiment Ophthalmol. 2005;33(1):41–6.

Artikel PubMed Google Scholar

Anwar A, Khan NA, Siddiqui R. Bekämpfung von Acanthamoeba spp. Zysten: Welche Möglichkeiten gibt es? Parasiten-Vektoren. 2018;11(1):1–6.

Artikel Google Scholar

Robaei D, Carnt N, Minassian DC, Dart JK. Der Einfluss der topischen Anwendung von Kortikosteroiden vor der Diagnose auf das Ergebnis einer Akanthamöben-Keratitis. Augenheilkunde. 2014;121(7):1383–8.

Artikel PubMed Google Scholar

Kaufman AR, Tu EY. Fortschritte bei der Behandlung der Akanthamöben-Keratitis: eine Überprüfung der Literatur und ein synthetisierter algorithmischer Ansatz. Ocul Surf. 2022;25:26–36.

Artikel PubMed Google Scholar

Putaporntip C, Kuamsab N, Nuprasert W, Rojrung R, Pattanawong U, Tia T, et al. Die Analyse von Acanthamoeba-Genotypen aus öffentlichen Süßwasserquellen in Thailand zeigt einen neuen Genotyp, T23 Acanthamoeba bangkokensis sp. Nov. Sci Rep. 2021;11(1):1–13.

Artikel Google Scholar

de Lacerda AG, Lira M. Acanthamoeba-Keratitis: ein Überblick über Biologie, Pathophysiologie und Epidemiologie. Ophthalmologische Physiol. Opt. 2021;41(1):116–35.

Artikel PubMed Google Scholar

Martín-Pérez T, Criado-Fornelio A, Martínez J, Blanco M, Fuentes I, Pérez-Serrano J. Isolierung und molekulare Charakterisierung von Akanthamöben bei Patienten mit Keratitis in Spanien. Eur J Protistol. 2017;61:244–52.

Artikel PubMed Google Scholar

Satitpitakul V, Putaporntip C, Jongwutiwes S. Schwere Keratitis durch Akanthamöben-Genotyp T12 in Thailand: ein Fallbericht. Bin J Trop Med Hyg. 2021. https://doi.org/10.4269/ajtmh.21-0666.

Artikel PubMed Google Scholar

Schroeder JM, Booton GC, Hay J, Niszl IA, Seal DV, Markus MB, et al. Verwendung subgener 18S-ribosomaler DNA-PCR und Sequenzierung zur Gattungs- und Genotypidentifizierung von Akanthamöben von Menschen mit Keratitis und aus Klärschlamm. J Clin Microbiol. 2001;39(5):1903–11.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Rayamajhee B, Subedi D, Peguda HK, Willcox MD, Henriquez FL, Carnt N. Eine systematische Überprüfung intrazellulärer Mikroorganismen in Akanthamöben, um mögliche Auswirkungen auf Infektionen zu verstehen. Krankheitserreger. 2021;10(2):225.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Brüssow H. Bakterien zwischen Protisten und Phagen: von Antiprädationsstrategien bis zur Entwicklung der Pathogenität. Mol Mikrobiol. 2007;65(3):583–9.

Artikel PubMed Google Scholar

Joseph J, Chaurasia S, Sharma S. Fallbericht: Hornhaut-Koinfektion mit Pilz und Amöbe: Bericht von zwei Patienten und Literaturübersicht. Bin J Trop Med Hyg. 2018;99(3):805.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Molmeret M, Horn M, Wagner M, Santic M, Abu KY. Amöben als Übungsplätze für intrazelluläre bakterielle Krankheitserreger. Appl Environ Microbiol. 2005;71(1):20–8.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Iovieno A, Ledee DR, Miller D, Alfonso EC. Nachweis bakterieller Endosymbionten in klinischen Akanthamöben-Isolaten. Augenheilkunde. 2010;117(3):445–52.e4523.

Artikel PubMed Google Scholar

Purssell A, Lau R, Boggild AK. Abschwächung der Akanthamöben-Virulenz durch Azithromycin und Doxycyclin in einem menschlichen Hornhautgewebemodell. J Infect Dis. 2017;215(8):1303–11.

CAS PubMed Google Scholar

Gopinathan U, Sharma S, Garg P, Rao GN. Überblick über epidemiologische Merkmale, mikrobiologische Diagnose und Behandlungsergebnisse der mikrobiellen Keratitis: Erfahrung aus über einem Jahrzehnt. Indian J Ophthalmol. 2009;57(4):273–9.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Chan LL, Mak JW, Low YT, Koh TT, Ithoi I, Mohamed SM. Isolierung und Charakterisierung von Acanthamoeba spp. von Klimaanlagen in Kuala Lumpur, Malaysia. Acta Trop. 2011;117(1):23–30.

Artikel PubMed Google Scholar

Iovieno A, Miller D, Lonnen J, Kilvington S, Alfonso EC. Extraktion von Acanthamoeba-DNA unter Verwendung von Chelex-Harz. J Clin Microbiol. 2011;49(1):476–7.

Artikel PubMed Google Scholar

Vodkin MH, Howe DK, Visvesvara GS, Mclaughlin GL. Identifizierung von Akanthamöben auf generischer und spezifischer Ebene mithilfe der Polymerase-Kettenreaktion. J Protozool. 1992;39(3):378–85.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Carnt NA, Subedi D, Lim AW, Lee R, Mistry P, Badenoch PR, et al. Prävalenz und saisonale Variation von Akanthamöben im häuslichen Leitungswasser im Großraum Sydney, Australien. Clin Exp Optom. 2020;103(6):782–6.

Artikel PubMed Google Scholar

Stucky BJ. SeqTrace: ein grafisches Tool zur schnellen Verarbeitung von DNA-Sequenzchromatogrammen. JBT. 2012;23(3):90.

PubMed PubMed Central Google Scholar

Pussard M, Pons R. Morphologien der Zystenwand und Taxonomie der Gattung Acanthamoeba (Protozoen, Amoebida). Protistologica. 1977;13:557–610.

Google Scholar

Kumar S, Stecher G, Li M, Knyaz C, Tamura K. MEGA X: Analyse der molekularen Evolutionsgenetik auf verschiedenen Computerplattformen. Mol Biol Evol. 2018;35(6):1547.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Letunic I, Bork P. Interaktiver Lebensbaum (iTOL): ein Online-Tool zur Anzeige und Annotation phylogenetischer Bäume. Bioinformatik. 2007;23(1):127–8.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Jensen T, Barnes WG, Meyers D. Axenischer Anbau großer Populationen von Acanthamoeba castellanii (JBM). J Parasitol. 1970;56:904–6.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Huggett JF, Novak T, Garson JA, Green C, Morris-Jones SD, Miller RF, et al. Unterschiedliche Anfälligkeit von PCR-Reaktionen gegenüber Inhibitoren: ein wichtiges und unerkanntes Phänomen. BMC-Res-Notizen. 2008;1(1):1–9.

Artikel Google Scholar

Caporaso JG, Lauber CL, Walters WA, Berg-Lyons D, Lozupone CA, Turnbaugh PJ, et al. Globale Muster der 16S-rRNA-Diversität in einer Tiefe von Millionen von Sequenzen pro Probe. Proc Natl Acad Sci. 2011;108(Ergänzung 1):4516–22.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

De Beeck MO, Lievens B, Busschaert P, Declerck S, Vangronsveld J, Colpaert JV. Vergleich und Validierung einiger ITS-Primerpaare, die für Pilz-Metabarcoding-Studien nützlich sind. Plus eins. 2014;9(6): e97629.

Artikel Google Scholar

Daims H, Stoecker K, Wagner M. Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung zum Nachweis von Prokaryoten. Mol Microb Ecol. 2004. https://doi.org/10.1016/s1369-5274(03)00054-7.

Artikel Google Scholar

Amann RI, Binder BJ, Olson RJ, Chisholm SW, Devereux R, Stahl DA. Kombination von 16S-rRNA-zielgerichteten Oligonukleotidsonden mit Durchflusszytometrie zur Analyse gemischter mikrobieller Populationen. Appl Environ Microbiol. 1990;56(6):1919–25.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Amann R, Springer N, Schönhuber W, Ludwig W, Schmid EN, Müller K, et al. Obligat intrazelluläre bakterielle Parasiten von Akanthamöben im Zusammenhang mit Chlamydia spp. Appl Environ Microbiol. 1997;63(1):115–21.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Schindelin J, Arganda-Carreras I, Frise E, Kaynig V, Longair M, Pietzsch T, et al. Fidschi: eine Open-Source-Plattform für die Analyse biologischer Bilder. Nat-Methoden. 2012;9(7):676–82.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Kempf VA, Trebesius K, Autenrieth IB. Die fluoreszierende In-situ-Hybridisierung ermöglicht die schnelle Identifizierung von Mikroorganismen in Blutkulturen. J Clin Microbiol. 2000;38(2):830–8.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Prithiviraj SR, Rajapandian SGK, Gnanam H, Gunasekaran R, Mariappan P, Singh SS, et al. Klinische Präsentationen, genotypische Diversität und phylogenetische Analyse von Akanthamöbenarten, die Keratitis verursachen. J Med Microbiol. 2020;69(1):87–95.

Artikel CAS Google Scholar

Jercic MI, Aguayo C, Saldarriaga-Cordoba M, Muino L, Chenet SM, Lakes J, et al. Genotypische Vielfalt von Acanthamoeba-Stämmen, die aus chilenischen Patienten mit Acanthamoeba-Keratitis isoliert wurden. Parasitenvektoren. 2019;12(1):5

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Booton GC, Kelly DJ, Chu YW, Seal DV, Houang E, Lam DS, et al. 18S-ribosomale DNA-Typisierung und Verfolgung von Acanthamoeba-Spezies-Isolaten aus Hornhautabstrichproben, Kontaktlinsen, Linsenbehältern und der häuslichen Wasserversorgung von Acanthamoeba-Keratitis-Patienten in Hongkong. J Clin Microbiol. 2002;40(5):1621–5.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Walochnik J, Scheikl U, Haller-Schober EM. Zwanzig Jahre Akanthamöbendiagnostik in Österreich. J Eukaryoten-Mikrobiol. 2015;62(1):3–11.

Artikel PubMed Google Scholar

Ledee DR, Iovieno A, Miller D, Mandal N, Diaz M, Fell J, et al. Molekulare Identifizierung von t4- und t5-Genotypen in Isolaten von Patienten mit Akanthamöben-Keratitis. J Clin Microbiol. 2009;47(5):1458–62.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Zhang Y, Sun X, Wang Z, Li R, Luo S, Jin X, et al. Identifizierung des 18S-ribosomalen DNA-Genotyps von Akanthamöben bei Patienten mit Keratitis in Nordchina. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2004;45(6):1904–7.

Artikel PubMed Google Scholar

Garg P, Kalra P, Joseph J. Nicht-Kontaktlinsen-bedingte Acanthamoeba-Keratitis. Indian J of Ophthalmology. 2017;65(11):1079.

Artikel Google Scholar

Sharma S, Garg P, Rao GN. Patientencharakteristika, Diagnose und Behandlung der Akanthamöben-Keratitis, die nicht mit Kontaktlinsen in Zusammenhang steht. Britischer J of Ophthalmology. 2000;84(10):1103–8.

Artikel CAS Google Scholar

Koltas IS, Eroglu F, Erdem E, Yagmur M, Tanır F. Die Rolle von häuslichem Leitungswasser bei Acanthamoeba-Keratitis bei Trägern von Nichtkontaktlinsen und Validierung von Labormethoden. Parasitol Res. 2015;114(9):3283–9.

Artikel PubMed Google Scholar

Sharma S, Srinivasan M, George C. Acanthamoeba-Keratitis bei Trägern von Nichtkontaktlinsen. Arch Ophthalmol. 1990;108(5):676–8.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Jiang C, Sun X, Wang Z, Zhang Y. Akanthamöben-Keratitis: klinische Merkmale und Management. Ocul Surf. 2015;13(2):164–8.

Artikel PubMed Google Scholar

Carnt N, Robaei D, Minassian DC, Dart JKG. Akanthamöben-Keratitis bei 194 Patienten: Risikofaktoren für schlechte Ergebnisse und schwere entzündliche Komplikationen. Br J Ophthalmol. 2018;102(10):1431–5.

Artikel PubMed Google Scholar

Konda N, Garg P, Sharma S, Willcox MDP. Risikofaktoren für kontaktlinsenbedingte mikrobielle Keratitis und damit verbundenen Sehverlust in einer südindischen Bevölkerung. Augenkontaktlinse. 2021;47(2):118–26.

Artikel PubMed Google Scholar

Zhong J, Li X, Deng Y, Chen L, Zhou S, Huang W, et al. Assoziierte Faktoren, Diagnose und Behandlung der Akanthamöben-Keratitis in einem Überweisungszentrum in Südchina. BMC Ophthalmol. 2017;17(1):175.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Fritsche TR, Gautom RK, Seyedirashti S, Bergeron DL, Lindquist TD. Vorkommen bakterieller Endosymbionten in Acanthamoeba spp. isoliert aus Hornhaut- und Umgebungsproben sowie Kontaktlinsen. J Clin Microbiol. 1993;31(5):1122–6.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Schmitz-Esser S, Toenshoff ER, Haider S, Heinz E, Hoenninger VM, Wagner M, et al. Vielfalt bakterieller Endosymbionten von Akanthamöben-Isolaten aus der Umwelt. Appl Environ Microbiol. 2008;74(18):5822–31.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Hajialilo E, Rezaeian M, Niyyati M, Pourmand MR, Mohebali M, Norouzi M, et al. Molekulare Charakterisierung bakterieller, viraler und pilzlicher Endosymbionten von Akanthamöben-Isolaten bei Keratitis-Patienten im Iran. Exp Parasitol. Rev. 2019;200:48–5

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Suzuki T, Hori N, Miyake T, Hori Y, Mochizuki K. Keratitis, verursacht durch einen seltenen Pilz, Malassezia stricta. Jpn J Ophthalmol. 2007;51(4):292–4.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Gupta N, Samantaray JC, Duggal S, Srivastava V, Dhull CS, Chaudhary U. Acanthamoeba-Keratitis mit Curvularia-Koinfektion. Indian J Med Microbiol. 2010;28(1):67–71.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Raghavan A, Nair AV, Venkatapathy N, Rammohan R. Voriconazol bei der erfolgreichen Behandlung eines Falles von Acanthamoeba-Cladosporium-Keratitis. Am J Ophthalmol Case Rep. 2021;22:101107.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Bradley CS, Sicks LA, Pucker AD. Gängige ophthalmologische Konservierungsmittel in Pflegemitteln für weiche Kontaktlinsen: Vorteile, Komplikationen und ein Vergleich mit nicht konservierten Lösungen. Clin Optom. 2021;13:271–85.

Artikel Google Scholar

Alkharashi M, Lindsley K, Law HA, Sikder S. Medizinische Interventionen bei Akanthamöben-Keratitis. Cochrane Database Syst Rev. 2015. https://doi.org/10.1002/14651858.CD010792.pub2.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

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Wir bedanken uns für den Beitrag von LVPEI, Hyderabad, Indien, für die Bereitstellung von Acanthamoeba-Stämmen und klinischen Daten von AK-Patienten. BR ist Empfänger des Studiengebührenstipendiums (UNSW, Sydney) für seinen Doktortitel, mit dem dieses Studium abgeschlossen wurde.

Die vorläufige Zusammenfassung dieser Studie wurde auf dem World Microbe Forum vom 20. bis 24. Juni 2021 (virtuell) und auf der wissenschaftlichen Jahrestagung der Australian Society for Microbiology vom 31. Mai bis 3. Juni 2021 (virtuell) als Posterpräsentation präsentiert.

Für diese Studie wurden keine Mittel bereitgestellt.

School of Optometry and Vision Science, Fakultät für Medizin und Gesundheit, UNSW, Sydney, Australien

Binod Rayamajhee, Mark Willcox, Gauri Shankar Shrestha und Nicole Carnt

Jhaveri Microbiology Centre, Prof. Brien Holden Eye Research Centre, Hyderabad Eye Research Foundation, LV Prasad Eye Institute (LVPEI), Kallam Anji Reddy Campus, Hyderabad, Indien

Savitri Sharma

Institut für biomedizinische und umweltbezogene Gesundheitsforschung, School of Health and Life Sciences, University of the West of Scotland (UWS), Paisley, PA1 2BE, Schottland, Vereinigtes Königreich

Fiona L. Henriquez

Das Cornea Institute, LV Prasad Eye Institute, Banjara Hills, Hyderabad, Indien

Raksheeth Nathan Rajagopal & Bhupesh Bagga

School of Biological Sciences, Monash University, Clayton, VIC, 3800, Australien

Dinesh Subedi

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Das Manuskript wurde durch Beiträge aller Autoren verfasst; Konzeptualisierung und Design der Studie: NC, MW, FLH, BR, SS; Sammlung der Acanthamoeba-Stämme: SS; Extraktion klinischer Daten: SS, RN, BB; klinische Datenanalyse: GS, BR; Laboruntersuchung und Datenanalyse: BR, DS, MW, FLH, NC; Schreiben: Originalentwurf Vorbereitung: BR; und Überprüfung und Bearbeitung: MW, NC, FLH, GS, DS, SS, RNR; Aufsicht: NC, MW, FLH und SS. Alle Autoren haben das endgültige Manuskript gelesen und genehmigt.

Korrespondenz mit Binod Rayamajhee.

Dieses Studienprotokoll wurde vom institutionellen Prüfungsausschuss des LVPEI, Hyderabad (LEC-BHR-R-09–21-758) überprüft und genehmigt. Von allen Teilnehmern wurde eine gut informierte schriftliche Einwilligung eingeholt. Diese Studie wurde in Übereinstimmung mit den ethischen Grundsätzen und Richtlinien der Helsinki-Erklärung durchgeführt.

Unzutreffend.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Springer Nature bleibt neutral hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten.

Referenz-Acanthamoeba-Stämme, die in dieser Studie für die phylogenetische Analyse verwendet wurden. Tabelle 2: Genotyp und Artenidentifizierung von Acanthamoeba-Isolaten, die von AK-Patienten gewonnen wurden. Karte 1: Karte mit den Bundesstaaten der AK-Patienten aus verschiedenen Bundesstaaten Indiens mit Beispielcodes und identifizierten Genotypen von Acanthamoeba von AK-Patienten. Die Karte wurde mit ArcGIS (Esri GIS, Kalifornien, USA) erstellt. Abb. S1. Monatliche Verteilung der AK-Fälle während des Studienzeitraums. Abb. S2. Sequenzalignment der Acanthamoeba 18S rDNA DF3-Region mit ClustalW. Tabelle S3. Gesamtes klinisches Erscheinungsbild der mit Acanthamoeba spp. infizierten Keratitis-Patienten. Abb. S3. Phylogenetischer Baum, abgeleitet aus der 18S (ITS1)-rDNA-Sequenz von Pilzen; Der Baum wurde unter Verwendung des Neighbour-Joining-Ansatzes mit dem Kimura-2-Parameter basierend auf 1000 Replikat-Bootstrap-Werten erstellt. Abb. S4. Agarose-Gelbild (1 %) von PCR-Amplikons von 13 Acanthamoeba-Isolaten (18S-rRNA). Der PCR-Assay wurde unter Verwendung des für die Gattung Acanthamoeba spezifischen Primerpaars JDPFw und JDPRv durchgeführt, was ~450 bp-Amplikons ergab. Abb. S5: Agarose-Gelbild (1 %) von PCR-Amplikons von 13 Akanthamöben-Isolaten, die auf intrazelluläre Bakterien abzielen. 16S-rRNA, Primerpaar 515Fw und 806Rv (V4, 16S-rRNA) wurden verwendet, was ~293 bp-Amplikons ergab.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Rayamajhee, B., Sharma, S., Willcox, M. et al. Bewertung der Genotypen, Endosymbionten und klinischen Merkmale von Akanthamöben, die sich von einer Augeninfektion erholt haben. BMC Infect Dis 22, 757 (2022). https://doi.org/10.1186/s12879-022-07741-4

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Eingegangen: 05. Mai 2022

Angenommen: 12. September 2022

Veröffentlicht: 29. September 2022

DOI: https://doi.org/10.1186/s12879-022-07741-4

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